體內pAM34生長試驗：

為了比較傷寒沙門氏菌在約氏瘧原蟲感染動物和模擬感染動物體內的大致生長率，小鼠周身接種1×109CFU傷寒沙門氏菌invA spiB CmR+pAM34(GTW58)。正如之前所描述的，pAM34質粒的復制受LacI抑制區的控制，當沙門氏菌在高濃度乳糖或乳糖類似物（如IPTG）中生長時，LacI抑制區可使質粒復制并維持，但當細菌在低乳糖環境（如成年小鼠）中分裂時，質粒無法復制并迅速丟失。因此，質粒在種群水平上的丟失與細菌在低乳糖環境中的整體復制情況相關，從而可以評估復制率。

為了制備鼠傷寒沙門氏菌CmR+pAM34的接種體，將在添加了羧羧苯西林（0.1mg/ml）和1mM IPTG（用于維持質粒）的LB上生長的單菌落接種到LB肉湯（僅添加IPTG）中，并在37°C下振蕩（200rpm）培養12小時。然后，將質粒稀釋到不含IPTG的新鮮LB中進行亞培養（1:100），以更好地評估早期復制率。感染小鼠后，立即用PBS對接種體進行連續稀釋，并將其培養在MacConkey和MacConkey+Carb+1mM IPTG上，以量化含pAM34的鼠傷寒桿菌與接種的鼠傷寒桿菌總數之比。接種后4或24小時，小鼠被安樂死，收集腸道內容物并將其接種到MacConkey上，以量化鼠傷寒桿菌的負擔并確定維持pAM34的種群比例。在小鼠感染的同時，將接種物的系列稀釋液在LB中再培養4到24小時，然后分別接種在MacConkey和MacConkey+Carb+IPTG上，以生成一條標準曲線，將群體水平的pAM34質粒丟失與復制次數相關聯，如前所述。

體外pH值細菌存活試驗:

為了評估細菌對低pH值的敏感性，用鹽酸將PBS酸化到2到5之間的不同pH值，然后將其等分到不同的試管中。鼠傷寒沙門氏菌Nissle1917、O157：H7EDL933(ATCC 43895)、輪狀芽孢桿菌DBS100(ATCC 51459)、福氏志賀氏菌M90T(ATCC BAA-2402)和小腸結腸炎耶爾森菌亞種。在LB肉湯中培養過夜后，按上述方法準備接種小鼠，但要用PBS代替LB洗凈并重懸，使600納米波長處的光密度（OD600）達到1.0，然后上漿以量化初始CFU。然后將接種物以1:100的比例稀釋到不同的低PH值的PBS管中，在37°C下振蕩培養1小時。用新鮮的PBS（pH值為7.4）對樣品進行連續稀釋，然后將其滴在MacConkey瓊脂上，以量化剩余細菌的濃度。

胃pH評估:

小鼠安樂死后，從體腔中取出胃。立即將pH針電極PH-N和參比探針（Unisense）插入未經處理的胃前腔以評估pH值，記錄Unisense PH微電極萬用表上的測量值（單位：毫伏），并利用同時讀取pH值為2、4和7的參比標準生成的標準曲線將其轉換為pH值。在兩次測量之間，用70%的乙醇和蒸餾水沖洗探針。

組胺H2R激動劑（地馬普利）給藥:

如前所述，給小鼠接種感染了約氏瘧原蟲的血液或對照血。感染后第6天上午，小鼠接受單劑量組胺H2R激動劑地馬普利二鹽酸鹽或用載體進行模擬處理。地馬普利以0.1毫升溶于無菌生理鹽水的二鹽酸地馬普利（40毫克/毫升）的形式腹腔注射，而載體（生理鹽水）以同等體積注射。一小時后，用鼠傷寒桿菌挑戰小鼠4小時，然后評估胃pH值和腸道鼠傷寒桿菌負荷。

奧美拉唑給藥:

按照之前的描述，給小鼠接種約氏瘧原蟲感染的血液或對照組血液。感染后第3、4和5天的下午，小鼠開始每天接受質子泵抑制劑奧美拉唑或載體的模擬治療。奧美拉唑以0.1毫升懸浮液（30毫克/毫升）的形式腹腔注射于杜氏磷酸鹽緩沖鹽水中的1%吐溫80中，而藥物則以同等體積注射。6dpp時，用鼠傷寒桿菌攻擊小鼠24小時，然后評估胃pH值和腸道鼠傷寒桿菌負荷。

抗腫瘤壞死因子-α抗體給藥:

如前所述，給小鼠接種感染了約氏瘧原蟲的血液或對照血。感染后第3天和第5天，給小鼠注射超葉純化的抗小鼠腫瘤壞死因子的TNF-α抗體或超葉純化大鼠免疫球蛋白IgG1，同型對照抗體。兩種抗體均在dPBS中稀釋至2毫克/毫升，每只小鼠腹腔注射0.25毫升，劑量為每只小鼠0.5毫克（約25毫克/千克體重）。6dpp時，對小鼠實施安樂死以進行相關測量，或用鼠傷寒桿菌攻擊小鼠3小時，然后實施安樂死以進行胃pH值和腸道鼠傷寒桿菌負荷測量。

RNA提取和實時PCR表達分析:

在去除內腔內容物后，在尸檢時將組織速凍在液氮中，并保存在-80°C溫度下。使用TRI試劑從組織中分離RNA。簡言之，將整個組織懸浮于TRI試劑中，用玻璃珠振打1分鐘使其均質，然后用氯仿處理并離心分離各相。取出水相并與95%的乙醇混合，然后應用硅膠膜柱，并用3M乙酸鈉洗滌。用PureLinkDNase處理柱子以去除基因組DNA污染，并用70%乙醇中的10mM Hepes洗兩次，然后用無RNase水洗脫RNA以進行定量分析。

胃組織病理學：

在尸體解剖時，按照Sigal等人的描述，沿著小彎將胃剖開，從林胃到幽門括約肌收集中線處約5毫米寬的大彎樣本，并用石蠟包埋以生成縱向切片。從福爾馬林固定的石蠟包埋組織中切取5微米厚的組織切片，由加州大學戴維斯分校獸醫病理實驗室進行H&E染色。使用EVOSFL成像顯微鏡對染色切片進行明視野（20×）和自發熒光（40×）掃描，以進行一般組織病理學評估和高嗜酸性（自發熒光）細胞定量。

為了評估胃粘膜中嗜酸性粒細胞的豐度以估算頂細胞的豐度，對林胃與胃竇交界處遠端組織的腺體/粘膜部分的圖像進行了人工劃界，并使用ImageJ測量了腺體面積。然后，對圖像進行二值化處理，填充孔洞，使用分水嶺分離附近的細胞結構，并對大顆粒（半徑大于25微米）進行分析。由于這一過程經常會將多個緊密相連的頂細胞歸為單個顆粒，因此通過將每張圖像中的顆粒面積除以整體顆粒大小的中位數，將分析的顆粒轉換為近似的細胞數。

血漿腫瘤壞死因子TNF-α測量：

小鼠吸入二氧化碳死亡后，立即用肝素化針進行心臟穿刺采集血液。肝素化血液經離心（8000g，4分鐘）后，去除血漿層并保存在-80°C溫度下，按照生產商的說明使用測定小鼠腫瘤壞死因子。

統計分析：

除組織病理學分析外，研究人員在實驗和結果評估過程中對動物的分配不設盲區。樣本量根據以往研究的效應大小估算。所有分析均使用Prism8進行。培養鼠傷寒桿菌載量的檢測限設定為100CFU/g，每克腸道內容物中的CFU數經過log10轉換，使數據歸一化，以便進行統計分析。組間對數10歸一化的CFU數量、胃pH值和對數2歸一化的mRNA表達數據的顯著差異通過韋爾奇校正的非配對t檢驗確定。同一動物體內競爭性鼠傷寒桿菌菌株的CFU量的顯著差異通過配對t檢驗確定。組間競爭指數及其他比較前未對數歸一化的指標（體重變化、脾胃重量、血細胞計數、寄生蟲負荷和循環TNF-α）的顯著性差異通過Mann-Whitney檢驗確定。在所有比較中，P<0.05被認為具有統計學意義。